Articles

Table of Contents

Data: July 22, 2013

By: Christal Pollock, DVM, DABVP (Avian Practice)

Słowa kluczowe: żółw błotny, ucho, hipowitaminoza A, organochloryny, zapalenie ucha, metaplazja płaska, Terrapene, Trachemys, witamina A

Kategorie: Gady & Płazy, Żółwie & Żółwie, Medycyna ratunkowa

Zrozumienie ucha żółwia

Ucho żółwia jest prostą strukturą, która siedzi caudoventralnie do oka pokrytego dużą łuską zwaną tympanic scute (McArthur 2004, Murray 2006). Podobnie jak u wielu gadów, ucho zewnętrzne jest nieobecne u chelonitów. Ucho środkowe składa się z dużej jamy bębenkowej, ograniczonej z boku błoną bębenkową, która pozostaje w bezpośrednim kontakcie z leżącą na niej skórą (ryc. 1). Środkowa część skóry pokrywająca tympanon jest stosunkowo cienka, dlatego należy uważać, aby nie uszkodzić tego obszaru podczas krępowania (McArthur 2004). Gady mają tylko jedną kosteczkę słuchową – kolumienkę, długą, smukłą kość, która przecina jamę bębenkową i wchodzi przyśrodkowo na okienko owalne ślimaka. Wąski przewód Eustachiusza łączy ucho środkowe z gardłem (Murray 2006)

Błona bębenkowa

Ryc. 1. Błona bębenkowa przylega do skóry pod łuską bębenkową (strzałka), caudoventralnie do oka. Zdjęcie autorstwa Sid Mosdell. Click image to enlarge.

What is an aural abscess?

An aural abscess is a caseous plug that can slowly develop within the middle ear (de la Navarre 2000, Holladay 2001, Brown 2004, Murray 2006). Ponieważ heterofilom gadów brakuje proteaz zdolnych do upłynniania, resztki zapalne pojawiają się jako twarda, serowata masa (ryc. 2).

Ropień małżowiny usznej to dobrze zamknięty, kazomorficzny korek (strzałka), który wypełnia jamę bębenkową

Ryc. 2. Ropień oskrzelowy to dobrze zamknięty, kazomorficzny korek (strzałka), który wypełnia jamę bębenkową. Ten żółw ozdobny (Terrapene ornata ornata) w rzeczywistości cierpiał z powodu obustronnego ropnia. Zdjęcie dostarczone przez Mike’a Comella z Wichita Falls Reptile Rescue. Kliknij obraz aby powiększyć.

Ropień oskrzelowy składa się z martwiczego centrum z zewnętrzną warstwą zawierającą zmienne ilości keratyny, jak również wyraźny, rozproszony naciek komórek zapalnych. Do często obserwowanych komórek należą heterofile, limfocyty i komórki plazmatyczne (Brown 2004). Histologicznie nabłonek tympanalny wykazuje metaplazję płaską, hiperplazję i rogowacenie (Holladay 2001, Brown 2004). Naczynia krwionośne w obrębie wyściółki jamy bębenkowej są umiarkowanie do wyraźnie hiperemiczne (Brown 2004).

Co powoduje ropnie oskrzelowe?

Przyczyna ropni oskrzelowych nie jest do końca poznana, ale żółwie dotknięte tą chorobą mają tendencję do obniżonego poziomu witaminy A w surowicy i wątrobie (Holladay 2001). Uważa się, że hipowitaminoza A jest czynnikiem predysponującym, ponieważ retinoidy są wymagane do normalnego utrzymania zdrowego nabłonka (Brown 2004). Niedobór witaminy A prowadzi do metaplazji kolczystokomórkowej i hiperkeratynizacji nabłonka wydzielającego mucynę, w tym nabłonka tympanalnego. Kiedy metaplazja płaskonabłonkowa rozwija się w uchu środkowym i przewodzie Eustachiusza, złuszczony nabłonek może gromadzić się tworząc korek kazeinowy (Brown 2004). Wtórne zakażenie jest ogólnie związane z przerostem bakterii oportunistycznych, które pochodzą z gardła i wstępują do przewodu Eustachiusza (Kirchgessner 2009, Stahl 2013).

W żółwiach trzymanych w niewoli , niedobór witaminy A jest powszechnie związany z niewłaściwym chowem, a konkretnie z niedoborem witaminy A w diecie (Brown 2004, Murray 2006, Joyner 2006). Suboptymalna temperatura i/lub spożycie skażonej wody może również sprzyjać rozwojowi wtórnej infekcji bakteryjnej (Murray 2006).

Przyczyna ropniaka ucha jest nieznana u żółwi wolno żyjących, jednak uważa się, że syntetyczne chemiczne zanieczyszczenia środowiska odgrywają pewną rolę (Joyner 2006). Zwiększona ekspozycja na związki chloroorganiczne może zmieniać homeostazę witaminy A u ptaków i ssaków (Poon 1995, Holladay 2001, Sleeman 2008). Gady mogą wykazywać podobną wrażliwość na te związki, które mogą gromadzić się w organizmie gadów na poziomie równym lub przekraczającym wartości odnotowane u innych gatunków (Sleeman 2008). Wysokie poziomy chloroorganicznych związków chemicznych były związane z metaplazją płaskonabłonkową i ropniem małżowin usznych u dziko żyjących żółwi błotnych (Terrapene carolina) (Holladay 2001), ale nie jest jasne, czy istnieje związek przyczynowy (Kroenlein 2008, Sleeman 2008).

Inna potencjalna, ale rzadka przyczyna hipowitaminozy A obejmuje wszelkie warunki, które powodują nieprawidłowe trawienie i wchłanianie, ponieważ zakłóca to wchłanianie witaminy A z przewodu pokarmowego (Brown 2004).

Diagnozy różnicowe

Kliniczne rozpoznanie ropniaka oskrzelowego jest zazwyczaj jednoznaczne, jednak obrzęk przyśrodkowy do błony bębenkowej może być również spowodowany (Kirchgessner 2009, Joyner 2006, Stahl 2013):

  • Hematoma
  • Mycobacteriosis
  • Pasożyty podskórne (pierwotniaki, cestodes, nicienie)
  • Cysta łojowa

Sygnalizacja

Ropnie oskrzelowe są częstym problemem zdrowotnym zarówno u wolno żyjących, jak i żyjących w niewoli żółwi skrzynkowych (Brown 2002, Brown 2003, Murray 2006, Joyner 2006, Sleeman 2008, Stahl 2013) oraz żółwi wodnych i półwodnych, zwłaszcza czerwonolicych (Trachemys scripta elegans) (Kirchgessner 2009, Stahl 2013). W dwóch oddzielnych badaniach wolno żyjących wschodnich żółwi błotnych przyjętych do ośrodków rehabilitacji dzikich zwierząt, ropień małżowiny usznej był drugą najczęstszą kategorią diagnostyczną po urazie (Brown 2002, Brown 2003, Schrader 2010).

Choć choroba jest możliwa w każdym wieku, problemy kliniczne są najczęściej obserwowane u dorosłych. W rzeczywistości woreczek żółtkowy, który nie jest całkowicie resorbowany do około 6 miesiąca życia, generalnie zapewnia młodym żółwiom odpowiedni poziom witaminy A (Kirchgessner 2009).

Historia

Główną dolegliwością występującą u żółwi z ropniem oskrzelowym jest często obrzęk głowy. Właściciele żółwi żyjących w niewoli mogą również zgłaszać anoreksję (Stahl 2013).

Należy zadawać szczegółowe, ale nie naprowadzające pytania dotyczące hodowli żółwia domowego (Murray 2006, Kirchgessner 2009):

  • Jakie źródła witaminy A lub beta-karotenoidów znajdują się w diecie?
  • Jakie jest źródło wody?
  • Jaka jest częstotliwość wymiany wody i dezynfekcji miski z wodą?

Wyniki badania fizykalnego

  • Pod tympanonem obserwuje się półtwardą do twardej masę (Murray 2006).
  • Obrzęk może wydawać się lekko żółty ze względu na materiał kazeinowy w jamie bębenkowej (Murray 2006).
  • Obrzęk może być jednostronny lub obustronny i może znacznie różnić się wielkością (Brown 2003, Murray 2006, Joyner 2006).
  • Czasami obserwuje się pochylenie głowy (Stahl 2013), przypuszczalnie z powodu bólu.
  • Należy zachować ostrożność podczas omacywania obrzęku, ponieważ ucisk może spowodować ekspresję odłamków przez przewód Eustachiusza do gardła (Murray 2006, Kirchgessner 2009).
  • Można również zaobserwować współistniejące wyniki badań spowodowane hipowitaminozą A, ale niezwiązane z ropniakiem małżowiny usznej.

Potencjalne objawy hipowitaminozy A, które mogą być obserwowane u czelonogów oprócz ropniaka oskrzeli (Kirchgessner 2009)

  • Obrzęk powiek, blepharospasm
  • Conjunctivitis
  • Ślepota (dowody)
  • Rhinitis
  • Choroby dolnych dróg oddechowych (objawiające się jako wydzielina z nosa, depresja, duszność)
  • Nienormalnie gruba lub cienka skóra, łuszczenie się skóry lub powstawanie pęcherzy

Kluczowe punkty pilnej opieki

Wiele żółwi, które pojawiają się z ropniem małżowiny usznej jest osłabionych i skorzysta z opóźnienia interwencji chirurgicznej (de la Navarre 2000, Murray 2006, Kirchgessner 2009, Stahl 2013):

  • Ogrzać pacjenta do górnej granicy preferowanej strefy optymalnej temperatury.
  • Poprawić równowagę płynów i elektrolitów.
  • Zapewnić wsparcie żywieniowe.
  • Wszcząć ogólnoustrojowe antybiotyki o szerokim spektrum działania u pacjentów z dowodami choroby ogólnoustrojowej na podstawie badania fizykalnego i wyników badań hematologicznych (Murray 2006).
  • Zapewnić analgezję, taką jak butorfanol (0,4-1,0 mg/kg SC, IM) (Schumacher 1996). Należy upewnić się, że pacjent jest dobrze nawodniony przed rozpoczęciem leczenia przeciwzapalnego, takiego jak meloksykam (0,5 mg/kg PO, IM) (Rojos-Solís 2009).
  • Pojedyncze wstrzyknięcie witaminy A może być również uznane za właściwe w wybranych przypadkach (patrz poniżej).

Opieka wspomagająca może zmniejszyć miejscową odpowiedź zapalną, co z kolei może zmniejszyć krwawienie śródoperacyjne. Zaplanuj operację (patrz poniżej), gdy stan psychiczny żółwia, jego postawa i nawodnienie ulegną poprawie (de la Navarre 2000).

Diagnostyka

Diagnostyka kliniczna opiera się na obserwacji obrzęku przyśrodkowej części błony bębenkowej i jest potwierdzona przez chirurgiczne odsłonięcie materiału kazuistycznego w obrębie ucha (Brown 2003, Joyner 2006, Kirchgessner 2009). Dodatkowe badania są czasami wskazane w celu określenia najlepszego planu leczenia, jak również rokowania (Murray 2006):

    • Hodowla bakterii tlenowych/ beztlenowych i oznaczanie wrażliwości

Hodowla jest cennym narzędziem diagnostycznym, ponieważ nie istnieje jeden czynnik bakteryjny, który jest odpowiedzialny za ropień małżowiny usznej u żółwi. Najczęściej spotykane są tlenowe bakterie Gram-ujemne, jednak te organizmy mają tendencję do nieprzewidywalnej wrażliwości na antybiotyki. Bakterie Gram-dodatnie i beztlenowce były również opisywane w ropniach małżowin usznych (Brown 2004, Joyner 2006).

Czynniki bakteryjne zgłaszane w ropniach auralnych żółwi (Joyner 2006, Murray 2006, Stahl 2013)

      • Aeromonas
      • Citrobacter
      • Escherichia
      • Klebsiella
      • Morganella*
      • Proteus
      • .

      • Providencia
      • Pseudomonas
      • Salmonella
      • Corynebacteria
      • Staphylococcus epidermidis
      • Streptococcus spp.
      • Bacteroides
      • Clostridium
      • Fusobacterium

*W badaniu oceniającym wolno żyjące wschodnie żółwie błotne (Terrapene carolina) z ropniami małżowin usznych, tylko Morganella morganii została wyizolowana z jamy bębenkowej wielu żółwi (Joyner 2006).

Aczkolwiek Mycoplasma agassizii została powiązana z chorobami dróg oddechowych u czelonogów, nie stwierdzono korelacji pomiędzy obecnością Mycoplasma sp. u wolno żyjących wschodnich żółwi błotnych a ropniami małżowin usznych (Feldman 2004, Joyner 2006).

Asfuzja igłowa jest zwykle niediagnostyczna, dlatego próbki do hodowli powinny być pobierane śródoperacyjnie (Murray 2006, Stahl 2013).

    • Cytologia

Wyniki hodowli są czasami ujemne, dlatego należy stosować cytologię w celu uzyskania pewnej wiedzy na temat bakterii biorących udział w zakażeniu oraz w celu zbadania pacjenta pod kątem nietypowych czynników etiologicznych, takich jak Mycobacterium spp. Podobnie jak próbki hodowli, próbki cytologiczne powinny być pobierane chirurgicznie, a nie przez aspirację cienkoigłową (Murray 2006, Stahl 2013). Potencjalne techniki barwienia obejmują barwienie Romanowskiego (np. Diff-Quick) i barwienie na kwaśno, wymazy bezpośrednie i/lub wymazy wyciskowe (Stahl 2013).

    • Badanie krwi

Pełna morfologia krwi może być czasami wykorzystana do znalezienia dowodów choroby ogólnoustrojowej, takich jak leukocytoza, monocytoza, azurofilia i/lub zmiana toksyczna (Murray 2006, Stahl 2013). Należy zachować ostrożność podczas interpretacji wyników badań laboratoryjnych, ponieważ na wartości hematologiczne u gadów może mieć wpływ wiele czynników, w tym wiek, płeć, środowisko, pora roku i stan odżywienia (Campbell 2006, Schrader 2010).

Niedobór witaminy A może prowadzić do lipidozy wątrobowej, a badanie biochemiczne może czasami wykryć zajęcie powiązanych narządów (Campbell 2006, Kirchgessner 2009).

    • Obrazowanie

Infekcja kości może negatywnie wpłynąć na rokowanie. Na radiogramach przeglądowych należy szukać dowodów na zapalenie kości obejmujące kości przylegające do ucha środkowego, takie jak kość czworoboczna. Badania obrazowe są również niekiedy wykorzystywane do różnicowania zapalenia od nowotworu (McKlveen 2000, McArthur 2004, Stahl 2013).

    • Histopatologia

Przesłać próbkę biopsyjną do oceny histologicznej, gdy rozpoznanie ropniaka osierdzia jest wątpliwe.

Terapia

    • Edukacja klienta

Podczas gdy żółw domowy jest hospitalizowany, właściciele powinni podjąć działania mające na celu poprawę wszelkich niedociągnięć w hodowli, w tym gradientu temperatur, praktyk sanitarnych w wodzie i żywienia. Pokarmy bogate w beta-karotenoidy powinny być oferowane, takie jak pomarańczowe i żółte warzywa lub ciemne, liściaste zieleniny (Murray 2006, Stahl 2013). Niektórzy lekarze zalecają karmienie żółwi wodnych niewielką ilością wątróbki drobiowej raz w tygodniu (Kirchgessner 2009), jednak istnieje ryzyko narażenia na zakażenie Salmonella spp. które są potencjalnie patogenne dla żółwi (van Duijkeren 2002).

    • Postępowanie chirurgiczne

Leczenie ropnia okołomigdałkowego wymaga chirurgicznego usunięcia całej, dobrze obłożonej masy w znieczuleniu ogólnym lub miejscowym (Kirchgessner 2009, Stahl 2013). Niektórzy klinicyści preferują propofol (10 mg/kg powolny bolus IV), ponieważ procedura jest stosunkowo krótka (de Navarre 2000, Murray 2006). Innym popularnym połączeniem jest medetomidyna-ketamina. U żółwi czerwonolicych zalecana jest medetomidyna (0,2 mg/kg m.c.) z ketaminą (10 mg/kg m.c.), odwrócona atipamizolem (1,0 mg/kg m.c.) (Greer 2001).

Intubacja żółwia zawsze, gdy jest możliwa, aby zminimalizować ryzyko aspiracji (Kirchgessner 2009). Jeśli z jakiegoś powodu intubacja nie jest możliwa, należy często sprawdzać jamę ustno-gardłową pod kątem obecności złogów osadu (Murray 2006). Należy wykonać sterylne przygotowanie chirurgiczne tego obszaru, szczególnie gdy ma być pobrana próbka na posiew (de la Navarre 2000, Murray 2006). Należy zadbać o ochronę oczu podczas przygotowywania miejsca operacyjnego (McArthur 2004).

Opisano wiele różnych podejść chirurgicznych, jednak popularna technika obejmuje wykonanie poziomego nacięcia na całej grubości przez tympanon od godziny 9 do godziny 3. Przedłuż nacięcie wzdłuż brzusznej granicy ucha, aby utworzyć otwór w kształcie litery C. Ostrożnie usunąć resztki przy użyciu małych pętli usznych, kiret lub kleszczyków, omijając kolumienkę (de la Navarre 2000, Murray 2006). Całkowicie usunąć cały materiał kazuistyczny, najlepiej w jednym dużym kawałku, chociaż nie wszystkie ropnie są zamknięte (ryc. 3) (de la Navarre 2000, McArthur 2004). Krwotok jest zazwyczaj ograniczony i łatwy do opanowania za pomocą ucisku lub lekkiej kauteryzacji (McArthur 2004).Po wykonaniu tych czynności należy dokładnie zbadać cały obszar, ponieważ resztki mogą sięgać dość daleko, nawet do najbardziej ogonowych obszarów jamy bębenkowej (de la Navarre 2000).

Usuń cały korek kazirodczy, gdy tylko jest to możliwe

Ryc. 3. Usunięcie całego korka kazeinowego in toto (strzałka), gdy tylko jest to możliwe. Zdjęcie autorstwa Mike Comella z Wichita Falls Reptile Rescue. Kliknij obraz, aby powiększyć.

Zbierz próbki do hodowli i cytologii, a następnie przepłucz jamę bębenkową dużą ilością ciepłego, rozcieńczonego roztworu antyseptycznego (np. 1 część chlorheksydyny na 30 części sterylnej wody) (Murray 2006, Kirchgessner 2009, Stahl 2013). Podczas płukania należy skierować głowę żółwia tak, aby otwory gębowe znajdowały się brzusznie w stosunku do uszu, dzięki czemu wszelkie zanieczyszczenia i płyny, które dostaną się do gardła, wyjdą przez jamę ustną (de la Navarre 2000). Również u zaintubowanego żółwia należy wprowadzić małą kaniulę nawadniającą i przepłukać przewód Eustachiusza solą fizjologiczną. Umieść zwilżoną gazę lub gazik w gardle ogonowym, aby zmniejszyć ryzyko aspiracji (McArthur 2004).

Po wypłukaniu rany, nałóż na nią maść z antybiotykiem, taką jak maść okulistyczna z gentamycyną lub krem z sulfadiazyną srebra (Silvadene, Monarch Pharmaceuticals) (Murray 2006). Kontynuować miejscowe leczenie rany przez około 1 tydzień pooperacyjny przed zezwoleniem na zamknięcie się rany metodą drugiej intencji (de la Navarre 2000, Murray 2006, Stahl 2013).

    • Postępowanie medyczne

Często wskazane są antybiotyki systemowe; dostosować terapię w oparciu o wyniki wrażliwości (Kirchgessner 2009, Stahl 2013). Kontynuować analgezję i/lub terapię przeciwzapalną w zależności od potrzeb.

Oprzeć się chęci wstrzykiwania witaminy A wszystkim żółwiom cierpiącym na ropień oskrzeli, ponieważ hiperwitaminoza może wystąpić nawet przy jednym wstrzyknięciu pozajelitowym. Ostrożnie stosuj witaminę A w postaci iniekcji tylko w wybranych przypadkach, takich jak pacjenci z ciężką chorobą i/lub wtórnymi problemami ocznymi spowodowanymi niedoborem witaminy A. Wybierz suplement iniekcyjny na bazie oleju i podaj pojedyncze wstrzyknięcie (1000-2000 IU/kg IM), a następnie zastosuj suplementację doustną i dietetyczne źródła beta-karotenu (Kirchgessner 2009). Jeśli pacjent musi być karmiony przez zgłębnik, należy dodać do preparatu suplement doustny.

Mały rozmiar pacjenta oznacza, że wstrzykiwana witamina A musi być często rozcieńczana. Jeśli to możliwe, należy skorzystać z usług farmaceuty, który sporządzi bezpieczne i dokładne rozcieńczenie. Jeśli rozcieńczenia są tworzone we własnym zakresie, należy użyć glikolu propylenowego zamiast soli fizjologicznej lub sterylnej wody, ponieważ witamina A jest rozpuszczalna w tłuszczach (Kirchgessner 2009).

Postępowanie pooperacyjne

Aby upewnić się, że zakażenie ustąpiło, należy ponownie sprawdzić pacjentów około 5-7 dni po zabiegu, zanim miejsce pooperacyjne się zasklepi (ryc. 4). Jeśli zidentyfikowano aktywne zapalenie kości, częstsze oceny z wykorzystaniem radiogramów przeglądowych mogą być wskazane w celu oceny postępów pacjenta (Stahl 2013).

 Ponowna ocena żółwia przed całkowitym wygojeniem stomii

Ryc. 4. Ponowna ocena żółwia przed całkowitym zagojeniem się stomii (strzałka). Zdjęcie autorstwa Mike’a Comella z Wichita Falls Reptile Rescue. Kliknij obraz, aby powiększyć.

Prognoza

Większość żółwi z ropniami auralnymi dobrze reaguje na leczenie chirurgiczne i goi się całkowicie (de la Navarre 2000, Schrader 2010). W zależności od ciężkości choroby, wszystkie objawy kliniczne związane z hipowitaminozą A zazwyczaj ustępują w ciągu 2 do 6 tygodni (de la Navarre 2000).

Choroba może nawracać, gdy niedobór witaminy A nie jest rozwiązany, ziarniniak nie jest całkowicie usunięty, lub gdy infekcja kości jest obecna. W rzeczywistości pacjenci z leżącym u podłoża zapaleniem kości mają bardziej ostrożne lub nawet złe rokowania (de la Navarre 2000, Murray 2006, Stahl 2013).

Nie jest jasne, jaki wpływ na słuch ma ziarniniak i chirurgiczne usunięcie, jednak wydaje się, że chelonianie nie odczuwają żadnych długoterminowych negatywnych skutków (de la Navarre 2000, Murray 2006). Chelonity są w stanie słyszeć tylko niskie tony, a uszy mogą być ważniejsze dla równowagi (McArthur 2004).

Brown JD, Richards JM, Robertson J, et al. Pathology of aural abscesses in free-living Eastern box turtles (Terrapene carolina carolina). J Wildl Dis 40(4):704-712, 2004.

Brown JD, Sleeman JM. Morbidity and mortality of reptiles admitted to the Wildlife Center of Virginia, 1991 to 2000. J Wildl Dis 38(4):699-705, 2002.

Brown JD, Sleeman JM, Elvinger F. Epidemiologic determinants of aural abscessation in free-living Eastern box turtles (Terrapene carolina). J Wildl Dis 39(4):918-921, 2003.

Campbell TW. Clinical patology of reptiles. In: Mader DR (ed). Reptile Medicine and Surgery, 2nd ed. St. Louis, MO:Saunders Elsevier; 2006:453-470.

de la Navarre BJS. Diagnosis and treatment of aural abscesses in turtles. Proc Assoc Reptilian and Amphibian Vet 2000:9-13.

Feldman SH, Wimsatt J, Marchang RE, et al. A novel mycoplasma detected in association with upper respiratory disease syndrome in free-ranging Eastern box turtles (Terrapene carolina carolina) in Virginia. J Wildl Dis 42():279-289, 2004.

Greer LL, Jenne KJ, Diggs JE. Medetomidine-ketamine anesthesia in red-eared slider turtles (Trachemys scripta elegans). Contemp Top Lab Anim Sci 40(3):9-11, 2001.

Holladay SD, Wolf JC, Smith SA, et al. Aural abscesses in wild-caught box turtles (Terrapene carolina): Possible role of organochlorine-induced hypovitaminosis A. Ecotoxicology and Environmental Safety 48(1):99-106, 2001.

Joyner PH, Brown JD, Holladay S, Sleeman JW. Characterization of the bacterial microflora of the tympanic cavity of Eastern box turtles with and without aural abscesses. J Wildl Dis 42(4):859-864, 2006.

Kirchgessner M, Mitchell MA. Chelonians. In: MA Mitchell, TN Tully (eds). Manual of Exotic Pet Practice. St. Louis: Saunders Elsevier; 2009:233, 242.

Kroenlein KR, Sleeman JM, Holladay SD, et al. Inability to induce tympanic squamous metaplasia using organochlorine compounds in vitamin A-deficient red-eared sliders (Trachemys scripta elegans). J Wildl Dis 44(3):664-669, 2008.

McArthur S, Wilkinson R, Meyer J. Medicine and Surgery of Turtles and Tortoises. Oxford : Blackwell; 2004:46, 319-323, 413-414.

McKlveen TL, Jones JC, Holladay SD. Radiographic diagnosis: aural abscess in a box turtle. Vet Rad Ultrasound 41(5):419-421, 2000.

Murray MJ. Aural abscesses. In: Mader DR (ed). Reptile Medicine and Surgery, 2nd ed. St. Louis: Saunders Elsevier; 2006:742-746.

Poon R, Lecavalier P, Chan P, Viau C. Subchronic toxicity of medium-chained chlorinated paraffin in the rat. J Applied Toxicology 15:455-463, 1995.

Rojos-Solís C, Ros-Rodriguez JM, Vallis M. Pharmacokinetics of meloxicam (Metacam) after intravenous, intramuscular, and oral administration in red-eared slider turtles (Trachemys scripta elegans). Proc Conf Am Assoc Zoo Vet 2009:288.

Schrader GM, Allender MC, Odoi A. Diagnosis, treatment, and outcome of Eastern box turtles (Terrapene carolina carolina) presented to a wildlife clinic in Tennessee, USA, 1995-2007. J Wildl Dis 46(4):1079-1085, 2010.

Schumacher J. Reptiles and amphibians. In: Thurman JC, Tanquili WJ, Benson GJ (eds). Lumb and Jones’ Veterinary Anesthesia, 3rd ed. Baltimore, MD:Williams & Wilkins; 1996:670-685.

Sleeman JM, Brown J, Steffen D, et al. Relationships among aural abscesses, organochlorine compounds, and vitamin A in free-ranging Eastern box turtles (Terrapene carolina). J Wildl Dis 44(4):922-929, 2008.

Stahl S. Abscesses. In: Mayer J, Donnelly TM (eds). Clinical Veterinary Advisor: Birds and Exotic Pets. St. Louis, MO: Elsevier Saunders: Publisher; 2013. Pp. 71-74.

van Duijkeren E, Wannet WJB, Houwers DJ, van Pelt W. Serotype and phage type distribution of salmonella strains isolated from humans, cattle, pigs, and chickens in the Netherlands from 1984 to 2001. J Clin Microbiol 40(11):3980-3985, 2002.

Dalsza lektura

McKlveen TL, Jones JC, Holladay SD. Radiographic diagnosis: aural abscess in a box turtle. Vet Rad Ultrasound 41(5):419-421, 2000.

Aby zacytować tę stronę:

Pollock C. Presenting problem: Aural abscess in turtles. July 22, 2013. LafeberVet Web site. Dostępne pod adresem https://lafeber.com/vet/presenting-problem-aural-abscess-in-turtles/

.